27医学论文范文网

主页
分享医学论文范文

女性生殖道对精子的筛选功能综述

更新时间:2020-03-06 11:56点击:

  摘要:人类精子在宫颈开口前方附近射出,精子数量数百万甚至数十亿,但最终只有一个精子成功授精。精子在女性生殖道内需完成行经阴道、子宫颈、子宫、子宫输卵管连接处和输卵管的漫长旅程才能遇见卵子,在此过程中,女性生殖道的生理解剖、免疫反应和外泌体等对精子均有筛选作用,大量运动能力差、细胞膜完整性或染色质有功能性损害、无法激活免疫耐受、无法获得外泌体所携带的功能蛋白的精子在这个过程中被淘汰,只有形态、运动及功能最佳正常的精子才能与卵子结合。了解女性生殖道对精子的筛选过程,可为人类辅助生殖技术提供借鉴,帮助找到性能最佳的精子。
 
  关键词:精子筛选;女性生殖道;精子竞争;精子清除;外泌体;
 
  当今时代,由于社会、环境、生活方式的改变,越来越多的男性身体状况趋向于亚健康,生育能力下降,许多不育症患者最终不得不接受人类辅助生殖技术(ART)治疗。尽管ART不断完善和发展,但是在ART妊娠过程中精子缺乏女性生殖道的自然选择过程,所选精子直接与卵子接触,精子质量是否存在某些缺陷很难全面评估。在实际应用中,ART妊娠的成功率始终低于自然妊娠,而且还存在很多不确定的临床问题,比如脑瘫患儿、早产患儿、低出生体重患儿和极低出生体重患儿。了解精子在女性生殖道中的自然筛选过程,对于帮助人类选择出最佳的精子有着极其重要的作用。人类精子在宫颈开口前方附近射出,虽然射精数量达数百万甚至数十亿,但一般只有几千个精子能够到达输卵管,少于100个精子到达受精部位,而最终只有一个精子成功授精。精子在女性生殖道内需完成行经阴道、子宫颈、子宫、子宫输卵管连接处(UTJ)和输卵管的漫长旅程才能遇见卵子,在此过程中,女性生殖道的生理解剖、免疫反应和外泌体等对精子均有筛选作用,只有形态、运动及功能最佳正常的精子才能参与受精过程[3]。现就女性生殖道对精子的筛选作用研究进展情况综述如下。
 
  1、女性生殖道生理解剖对精子的筛选作用
 
  1.1、子宫颈
 
  子宫颈是女性生殖道对精子的第一个筛选屏障。在这里,高达70%的精子被筛选出局[4]。在女性排卵期间,子宫颈处的宫颈黏液具有较高的抗菌活性及较低的pH值,是最适宜精子通过的。而精子的前进性运动对于其穿过宫颈黏液是必不可少的,故运动性差并伴随异常形态的精子在此过程可被滤过[3]。精子在子宫颈处迁移的过程中与宫颈黏液的生化作用目前了解较少。研究[5]显示,精子表面包被有一种富含半胱氨酸的糖基化多肽-防御素β126(DEFB126),其携带的负电荷有助于精子穿透宫颈黏液,该研究还发现,携带纯和突变DEFB126基因的男性精子在穿透人工合成的宫颈黏液时,其穿透率降低84%,同时受孕率降低,提示DEFB126可能参精子对宫颈黏液的穿透过程。
 
  1.2、UTJ
 
  UTJ管腔极度狭窄和曲折,并且充满了黏液。Zaferani等[6]在体外模拟女性生殖道狭窄交界处的精子运动时发现,生殖道内的天然狭窄有类似“门”的作用,它将精子以分层累积的方式分为不同的群体,运动速度越快的精子越靠近“门”,运动速度越慢的精子则离“门”越远,而运动速度高于一定阈值的精子才有机会通过UTJ的“门口”。总之,这种狭窄通道加强了精子之间的竞争机制,只选择那些运动能力最强的精子。动物研究[7]表明,正常的形态和运动能力并不足以使精子通过UTJ,每个精子都可能需要一种或多种精子表面蛋白以帮助其通过UTJ。小鼠基因敲除的研究[8,9]表明,去整合素和金属蛋白酶区域3(ADAM3)蛋白对于精子通过UTJ来说必不可少。
 
  1.3、输卵管
 
  有活力的精子一旦进入输卵管峡部,精子头部就会与输卵管上皮的纤毛细胞结合,形成精子储库,还会启动信号级联,导致特定分子的分泌,从而使这些精子能够保持授精能力[10,11,12]。当卵母细胞到达输卵管壶腹部后,精子储库内的精子就会变得过度活跃,而从输卵管上皮中分离出来。Ca离子通过精子鞭毛上的阳离子通道(CatSper)流入会引起精子的过度活跃,促使精子从输卵管上皮分离,还可以使精子成功迁移通过输卵管黏液,并穿透卵丘。研究[13,14]表明,由卵丘-卵母细胞复合体合成的孕酮以及前列腺素可以直接活化CatSper,增加精子Ca离子流入。研究[15]发现,只有这种获能状态的精子才能通过趋热性及趋化性的选择机制继续游完通向卵子的旅程。一般情况下,输卵管可以淘汰膜完整性或染色质有功能性损害的精子。Hourcade等[16]在小鼠研究中发现,与从阴道和子宫回收的精子相比,从输卵管回收的精子具有更多的DNA碎片,DNA质量最高。
 
  2、女性生殖道免疫反应对精子的筛选作用
 
  射精是女性免疫系统和父系抗原之间交流的开始。虽然射精的量和成分在不同物种之间有所不同,但精子与雌性生殖道接触后,会在大多数哺乳动物中诱导出炎症反应,促使子宫和宫颈细胞合成促炎细胞因子,诱导白细胞流入子宫腔[17]。Sharkey等[19]对比未受保护的阴道性交、使用避孕套的阴道性交、无性交后的生殖道活检组织变化后发现,精液的刺激可引起巨噬细胞等白细胞的募集,而无性交或使用避孕套保护的性交生殖道不会发生白细胞募集。炎症反应的介导以精浆为主,精子为辅[18]。精浆中存在的特定因子与宫颈细胞相互作用,诱导GM-CSF、IL-6和其他趋化因子的表达,但免疫反应的主要诱发因素是转化生长因子-β(TGF-β)的表达。TGF-β以前体形式存在于精液中,并在雌性生殖道中被激活,随后间接诱导其他细胞因子的表达,如PGE2和IL-8。研究[20]显示,TGF-β和PGE2均可抑制自然杀伤细胞和中性粒细胞的功能。中性粒细胞进入宫颈管有助于通过选择性吞噬死亡、异常或非受精精子来保护活的受精精子的存活,还可以去除生殖过程中混入的病原体,但不会对正常的运动精子构成屏障。研究[15]显示,对父系抗原免疫耐受的不充分是人类不育的重要原因之一。研究[21]发现,精浆暴露可活化女性生殖道中的T细胞,以正确响应和识别父系抗原,激活女性生殖系统的免疫耐受。总之,精浆可以在诱导和消除炎症中起双重作用。对这些过程的不断认识在未来可以帮助我们治疗不育症患者。
 
  3、女性生殖道外泌体对精子的筛选作用
 
  外泌体即胞外囊泡,广泛存在于血清、乳汁、尿液、精浆和卵泡液等体液中。外泌体是由真核细胞和原核细胞产生的具有膜结合特征的磷脂双层结构,可携带并向靶细胞传递各种调节分子,如蛋白质、微小RNA及脂质[22]。外泌体作为细胞间信号交流的通讯方式,与肿瘤、免疫和免疫耐受间的关系研究较多,但与生殖的关系研究较少。生殖道外泌体根据所在部位不同而被命名为不同的小体,如附睾小体、前列腺小体、阴道小体、子宫小体和输卵管小体,各小体可通过膜融合机制被精子摄取。在女性生殖道中,子宫小体是最先被证实的生殖道外泌体,也是研究较多的外泌体。子宫小体携带对精子功能非常重要的跨膜蛋白和糖基磷脂酰肌醇连接蛋白,如精子黏附分子1(SPAM1)[23]。研究[24]发现,SPAM1参与了精子成熟过程,可增强精子透明质酸结合能力和卵丘渗透效率,增加授精能力。同子宫小体一样,输卵管小体能够递送质膜Ca2+-ATP酶4(PMCA4)至精子表面,从而提升精子活力[25,26]。输卵管小体还携带输卵管特异性糖蛋白,可以增加透明带对于蛋白水解的抗性,从而硬化透明带,减少多精子受精[27]。然而目前对于精子通过获得外泌体所携带的功能蛋白调节精子自身的成熟和生物学功能只是初步了解,这方面的研究刚刚开始,相信在未来,更多的生殖道外泌体对精子筛选的作用机制会慢慢浮出水面。
 
  综上所述,精子在女性生殖道中前行是一个精细筛选的过程。首先是自然解剖屏障的过滤,再到免疫清除病原体和异常精子,最后到达含有外泌体等因子的微环境被仔细挑选,每一个过程都会淘汰大量的精子,而最佳的精子才能与卵子结合。目前ART的需求与应用越来越多,技术在不断完善和发展,但仍然存在一些问题,某些患者精液样本在WHO标准下检测正常,却依然被诊断为不育。我们在ART中采用的筛选精子的方法缺乏女性生殖道自然选择过程,可能并不能找到性能最佳的精子。而我们对体内精子筛选与清除的机制了解越多,就越能为ART提供借鉴,帮助我们选择出性能最佳的精子。人类生殖的研究与应用是一个浩大的工程,希望相关研究越来越多,为某些不育不孕疾病查找病因和诊治以及改进现行的辅助生殖技术提供有价值的信息。
 
  参考文献
 
  [1]BrownJL.Femalereproductivecyclesofwildfemalefelids[J].AnimReprodSci,2011,124(3):155-162.
 
  [2]DalBoscoA,RebollarP,BoitiC,etal.Ovulationinductioninrabbitdoes:Currentknowledgeandperspectives[J].AnimReprodSci,2011,129(3):106-117.
 
  [3]SakkasD,RamalingamM,GarridoN,etal.Spermselectioninnaturalconception:whatcanwelearnfromMotherNaturetoimproveassistedreproductionoutcomes[J].HumReprodUpdate,2015,21(6):711-726.
 
  [4]KolleS.Transport,distributionandeliminationofmammalianspermfollowingnaturalmatingandinsemination[J].ReprodDomestAnim,2015,50:2-6.
 
  [5]TollnerTL,VennersSA,HolloxEJ,etal.AcommonmutationinthedefensinDEFB126causesimpairedspermfunctionandsubfertility[J].SciTranslMed,2011,3(92):65.
 
  [6]ZaferaniM,PalermoGD,AbbaspourradA.Stricturesofamicrochannelimposefiercecompetitiontoselectforhighlymotilesperm[J].SciAdv,2019,5(2):2111.
 
  [7]NakanishiT,IsotaniA,YamaguchiR,etal.Selectivepassagethroughtheuterotubaljunctionofspermfromamixedpopulationproducedbychimerasofcalmegin-knockoutandwild-typemalemice[J].BiolReprod,2004,71(3):959-965.
 
  [8]IkawaM,InoueN,BenhamAM,etal.Fertilization:asperm’sjourneytoandinteractionwiththeoocyte[J].JClinInvest,2010,120(4):984-994.
 
  [9]FujiharaY,TokuhiroK,MuroY,etal.ExpressionofTEX101,regulatedbyACE,isessentialfortheproductionoffertilemousespermatozoa[J].ProcNatlAcadSciUSA,2013,110(20):8111-8116.
 
  [10]YesteM,CastillomartinM,BonetS,etal.Directbindingofboarejaculateandepididymalspermatozoatoporcineepididymalepithelialcellsisalsoneededtomaintainspermsurvivalininvitrococulture[J].AnimReprodSci,2012,131(3):181-193.
 
  [11]YesteM,HoltWV,BonetS,etal.Viableandmorphologicallynormalboarspermatozoaaltertheexpressionofheat-shockproteingenesinoviductalepithelialcellsduringco-cultureinvitro[J].MolReprodDev,2014,81(9):805-819.
 
  [12]KolleS,ReeseS,KummerW.Newaspectsofgametetransport,fertilization,andembryonicdevelopmentintheoviductgainedbymeansoflivecellimaging[J].Theriogenology,2010,73(6):786-795.
 
  [13]LishkoPV,BotchkinaIL,KirichokY.ProgesteroneactivatestheprincipalCa2+channelofhumansperm[J].Nature,2011,471(7338):387-391.
 
  [14]BrenkerC,GoodwinN,WeyandI,etal.TheCatSperchannel:apolymodalchemosensorinhumansperm[J].EMBOJ,2012,31(7):1654-1665.
 
  [15]PerezcerezalesS,RamosibeasP,AcunaOS,etal.Theoviduct:fromspermselectiontotheepigeneticlandscapeoftheembryo[J].BiolReprod,2018,98(3):262-276.
 
  [16]HourcadeJDD,PerezcrespoM,FernandezgonzalezR,etal.SelectionagainstspermatozoawithfragmentedDNAafterpostovulatorymatingdependsonthetypeofdamage[J].ReprodBiolEndocrinol,2010,8(1):9.
 
  [17]SongZ,LiZ,LiD,etal.SeminalplasmainducesinflammationintheuterusthroughtheγδT/IL-17pathway[J].SciRep,2016,6(1):25118.
 
  [18]SchjenkenJE,RobertsonSA.Seminalfluidandimmuneadaptationforpregnancy-comparativebiologyinmammalianspecies[J].ReprodDomestAnim,2014,49(Suppl3):27-36.
 
  [19]SharkeyDJ,TremellenKP,JasperMJ,etal.SeminalfluidinducesleukocyterecruitmentandcytokineandchemokinemRNAexpressioninthehumancervixaftercoitus[J].JImmunol,2012,188(5):2445-2454.
 
  [20]BrazdovaA,SenechalH,PeltreG,etal.Immuneaspectsoffemaleinfertility[J].IntJFertilSteril,2016,10(1):1-10.
 
  [21]BromfieldJJ.Seminalfluidandreproduction:muchmorethanpreviouslythought[J].JAssistReprodGenet,2014,31(6):627-636.
 
  [22]MachtingerR,LaurentLC,BaccarelliA.Extracellularvesicles:rolesingametematuration,fertilizationandembryoimplantation[J].HumReprodUpdate,2015,22(2):182-193.
 
  [23]GriffithsGS,GalileoDS,AravindanRG,etal.Clusterinfacilitatesexchangeofglycosylphosphatidylinositol-linkedSPAM1betweenreproductiveluminalfluidsandmouseandhumanspermmembranes[J].BiolReprod,2009,81(3):562-570.
 
  [24]GriffithsGS,MillerKA,GalileoDS,etal.MurineSPAM1issecretedbytheestrousuterusandoviductinaformthatcanbindtospermduringcapacitation:acquisitionenhanceshyaluronicacidbindingabilityandcumulusdispersalefficiency[J].Reproduction,2008,135(3):293-301.
 
  [25]王娟.腹腔镜手术治疗输卵管异位妊娠疗效观察[J].山东医药,2015,55(20):65-66.
 
  [26]Al-DossaryAA,Martin-DeleonPA.RoleofexosomesinthereproductivetractOviductosomesmediateinteractionsofoviductalsecretionwithgametes/earlyembryo[J].FrontBiosci,2016,21:1278-1285.
 
  [27]GhersevichS,MassaE,ZumoffenC.Oviductalsecretionandgameteinteraction[J].Reproduction,2015,149(1):R1-R14.

推荐文章

在线客服系统